INTRODUCCIÓN

Resumen

La fecundación es un proceso que involucra varias etapas. Para que ocurra la fecundación debe

haber una unión entre los espermatozoides (ESP) y los oocitos (FIGURA 1). Para que el ESP

pueda fecundar al oocito es necesario que haya sufrido una serie de cambios dentro del tracto

reproductor de la hembra que le otorguen capacidad fecundante.

El oviducto de los mamíferos actúa como un reservorio funcional de ESP proveyendo un

ambiente que permite su mantenimiento y competencia para la fecundación del oocito (Harper,

1994). En diferentes especies los ESP son almacenados en la región inferior del oviducto, el

istmo, donde se unen a las células epiteliales (Smith y Yanagimachi, 1990). Esta interacción

prolonga la vida del ESP hasta que señales asociadas a la ovulación inducen su liberación

permitiendo que transite hacia la región superior del oviducto (ampolla) para la fecundación

(Harper, 1994). La liberación de los ESP en el período periovulatorio in vivo es inducida por el

remodelamiento de la membrana plasmática que ocurre durante la capacitación y/o

hiperactivación del ESP (Smith y Yanagimachi, 1990). Una vez que llegan los ESP al oviducto

toman contacto con las células epiteliales y con sus secreciones. Trabajos previos han puesto la

atención en el estudio de los componentes del fluido oviductal uterino que afectan los eventos

relacionados con la fecundación y el desarrollo embrionario pre-implantatorio. Por ejemplo,

algunas proteínas en el fluido oviductal están involucradas en la interacción ESP-oviducto.

Los endocannabinoides comprenden una nueva clase de mediadores lipídicos que han sido

aislados de cerebro y tejidos periféricos que mimetizan los efectos de los cannabinoides. Estos

compuestos pueden tener efectos adversos en algunas funciones reproductivas como ser el

retraso del desarrollo embrionario y abortos espontáneos (Das y col., 1995).

La N-araquidoniletanolamina o anandamida (AEA) es un agonista endógeno de los receptores de

cannabinoides, que fue aislado originariamente de cerebro y tejidos periféricos (Devane y col.,

1992). La AEA se sintetiza en oviducto y útero de mamíferos (Paria y col., 1996; Schuel y col.,

2002; Wang y col., 2006). Se ha encontrado niveles elevados de este compuesto en el útero

comparado con otros órganos, incluido el cerebro (Schmid y col., 1997). De esta manera los ESP

estarían expuestos a la AEA durante su tránsito en el tracto reproductor de la hembra, lo cual

afectaría la capacidad fecundante de los mismos. La AEA podría estar regulando la capacitación

espermática en momento de la liberación del ESP de su reservorio en el cervix y cauda oviductal

y, de este modo, contribuir a la selección del ESP para llevar a cabo la fecundación in vivo.

Figura 1: Espermatozoides unidos a la zona pelúcida del oocito obtenidos de un estudio in vitro

(microfotografía de Nomarsky, fuente: Wassarman y col., 2005)

I. El espermatozoide de mamíferos

I. 1. Estructura y función espermática.

Un ESP de mamífero está formado por una cabeza y una cola o flagelo (FIGURA 2). La cabeza

está constituida por un núcleo haploide, el acrosoma, una pequeña cantidad de citoesqueleto y

citosol. El acrosoma es una vesícula derivada del Aparato de Golgi que cubre aproximadamente

la mitad de la cabeza y que contiene enzimas que hidrolizan proteínas y azúcares complejos.

Cuando el ESP entra en contacto con la zona pelúcida del oocito sufre un proceso llamado

reacción acrosomal (FIGURA 3), que es un evento exocitótico que involucra la fusión de la

membrana plasmática del ESP con la membrana externa del acrosoma, liberando el contenido

enzimático del mismo (Yanagimachi, 1994).

La cola puede subdividirse en cuatro regiones: pieza conectora o cuello, pieza media, pieza

principal y pieza Terminal. La cola es la porción responsable de la motilidad del ESP. En el

cuello, están localizados los centríolos, que dan origen a los microtúbulos del axonema. Este,

recorre toda la cola, y es la principal porción motora del flagelo. En la pieza media se encuentra

localizados los anillos de mitocondrias que aportan la energía (ATP) necesario para el

movimiento del flagelo (Gilbert, 2003). La membrana plasmática se extiende recubriendo toda la

cabeza y la cola cumpliendo un papel fundamental en la supervivencia del ESP.

Figura 2. Representación esquemática de un espermatozoide de mamífero

Figura 3: Cambios en la morfología del espermatozoide de mamífero durante la reacción acrosomal. (A) Acrosoma intacto antes de la reacción. (B) Fusión de la membrana acrosomal externa con la membrana plasmática; inicio de vesiculización del acrosoma. (C) Pérdida progresiva de las membranas y contenido acrosomal. (D) Finalización de la reacción acrosomal y exposición de la membrana acrosomal interna. (Modifications de YANAGIMACHI R., Mechanism of fertilization in mammals, in MASTROIANNI I., BIGGERS J.D. (eds.), In vitro fertilization and embryo transfer, New York: Plenum Press, 1981: 81-182; TALANSKY, Fertilization and early embryo).

I.2. Adquisición de la capacidad fecundante

En mamíferos, los ESP testiculares no son capaces de fecundar a un oocito. Para adquirir

capacidad fecundante, estos deben atravesar un proceso de maduración en el epidídimo del

macho y un proceso de capacitación en el tracto reproductor de la hembra.

La maduración espermática implica una serie de cambios estructurales de la membrana

plasmática del ESP. En este proceso ocurre una reorganización lipídica y proteica que le confiere

al ESP nuevas propiedades antigénicas, además de adquirir la motilidad necesaria para la

fecundación (Yanagimachi, 1994).

El proceso de capacitación implica una serie de cambios estructurales y bioquímicos que le

permiten al ESP llevar a cabo la reacción acrosomal para la posterior fecundación (Yanagimachi,

1989). Algunas de las alteraciones descriptas durante este proceso son:

-Cambios en la composición y fluidez de la membrana plasmática por remoción de moléculas de

colesterol de la misma (Harrison, 1996; Cross, 1998).

-Remoción, redistribución y/o aparición de proteínas en la superficie espermática (Jaiswall y

Eisenbach, 2002).

-Incremento del Ca2+ intracelular (Visconti y col., 1995)

-Incremento del pH citoplasmático (Parrish y col., 1989)

-Activación de canales iónicos (Florman, 1998)

-Generación de especies reactivas de oxígeno (Leclerc y col., 1997)

-Aumento de proteínas fosforiladas en residuos tirosina (Visconti, 1995; Galantino-Homer y col.,

1997).

Durante la capacitación se observa también un cambio en el patrón de motilidad de los ESP. Este

proceso se denomina hiperactivación y se caracteriza por ser un movimiento de alta amplitud del

flagelo asociado a un batido asimétrico del mismo (FIGURA 4) (Yanagimachi, 1994).

Figura 4: Hiperactivación del espermatozoide en bovinos

Método de estudio de la capacitación espermática in vitro

La capacitación in vitro se realiza incubando a los ESP en un medio capacitante definido, en

ausencia de fluido seminal (proveniente de la vesícula seminal), ya que la presencia del mismo

inhibe la capacitación por contener factores decapacitantes que se adhieren a la membrana del

ESP (Yanagimachi, 1994). La composición del medio para realizar una capacitación in vitro

varía según la especie, pero, comúnmente, estos contienen iones (Ca2+ y HCO3-), sustratos de

energía (ácido pirúvico y ácido láctico) y albúmina (Yanagimachi, 1994). Además, para algunas

especies es necesario incluir un agente capacitante en el medio, por ejemplo, taurina o

hipotaurina para ESP de hámster (Lui y col. 1979) y heparina para ESP bovinos (Parrish y col.,

1988).

Previamente se ha mencionado que durante la capacitación se producen cambios en el ESP. Cada

uno de estos es un potencial parámetro a medir con diferentes técnicas. La mayoría de los

métodos parta medir capacitación se basan en la definición fisiológica de la misma,

determinando la habilidad de los ESP para llevar a cabo la reacción acrosomal en presencia de

algún inductor fisiológico (zona pellúcida, fluido folicular, LPC) o farmacológico (ionóforo de

Ca2+). La evaluación de la reacción acrosomal se realiza utilizando la técnica de PSA-FITC.

La técnica de clorotetraciclina (CTC) es una de las más empleadas para evaluar capacitación que

no mide este parámetro. El CTC es un antibiótico que fluoresce cuando se une al Ca2+ acoplado a

fosfolípidos de membrana. El patrón de fluorescencia cambia cuando la membrana del ESP sufre

cambios durante la capacitación y/o reacción acrosomal. Con esta técnica pueden distinguirse

tres patrones: ESP intactos (no capacitados), ESP capacitados, y ESP reaccionados (FIGURA 5)

(Jaiswall y Eisenbach, 2002).

Figura 5: Distintos patrones de CTC observados en espermatozoides bovinos. a) ESP intacto; b) ESP capacitado; c) ESP reaccionado (indicado con la flecha). Imagen modificada de Fraser y col., 1995.

Otro método para estudiar la capacitación es la evaluación de la expresión de fosforilación

proteica dado que, durante el proceso de capacitación incrementa la fosforilación en residuos

tirosina de varias proteínas (Visconti y col., 1998; Galantito-Homer y col., 1998).

Tránsito de los espermatozoides a través del tracto reproductor de la hembra

El sitio donde se ubican los ESP al llegar al tracto reproductor de la hembra varía entre los

mamíferos. En primates y rumiantes el semen es eyaculado y depositado en la región de la

vagina más cercana al cervix. En minutos los ESP atraviesan el mucus cervical que actúa como

barrera y solamente aquellos que poseen morfología normal y son mótiles pueden nadar a través

del mismo (FIGURA 6A). Mullins y Saacke (1989) demostraron la presencia de pliegues de la

mucosa en el cervix de bovinos, que forman canales orientados hacia la cavidad uterina. Los ESP

viajan por esos canales hasta el útero, evadiendo al sistema inmune de la hembra.

Una vez que los ESP llegaron al útero, las contracciones musculares del mismo fomentan su

transporte hacia el oviducto. Para llegar al mismo los ESP deben atravesar la unión útero-tubaria.

Esta región les representa una barrera física debido a la estrechez dada por la gruesa capa

muscular de la pared que puede estar acompañada de ligamentos musculares. En ratas, se ha

demostrado que esta región permite el pasaje de los ESP aunque impide el de los componentes

del plasma seminal hacia el oviducto (Carballada y Esponda, 1997).

Una vez que llegan al oviducto, los ESP se unen a las células epiteliales del mismo y se

forma el reservorio oviductal (Figura 6B).

El oviducto de mamíferos

Anatomía del órgano

En el oviducto de mamíferos pueden diferenciarse 3 regiones: infundíbulo, ampolla e istmo.

La zona de unión entre el oviducto y el útero se denomina unión utero-tubaria y el extremo del

infundíbulo ostio.

La pared oviductal está compuesta por tres capas: una serosa externa, una capa muscular

doble intermedia y una capa epitelial interna llamada mucosa. Estas capas varían en complejidad

entre las distintas regiones.

El epitelio o mucosa está compuesto por células ciliadas y células secretoras. Además, la

mucosa está organizada formando pliegues hacia la luz del oviducto los cuales van

incrementando su complejidad desde la unión útero-tubaria hacia el infundíbulo (FIGURA 7).

Figura 6. Esquema del tránsito de los espermatozoides (ESP) por el tracto reproductor de la hembra en mamíferos. A) Pasaje de los ESP por el cervix. B) ESP adheridos al istmo oviductal formando el reservorio. C) ESP hiperactivados en el oviducto. D) Oocito en la sección transversal de la ampolla oviductal.

Secreciones oviductales

El fluido oviductal está compuesto por secreciones provenientes de las células secretoras del

epitelio oviductal, junto con nutrientes provenientes del plasma sanguíneo. Se ha demostrado que

a mitad del ciclo estral estas células tienen mayor actividad secretoria (Harper, 1994).

Función oviductal

Cada una de las regiones del oviducto cumple una función fisiológica particular. El

infundíbulo capta con sus fimbrias a los oocitos que son ovulados hacia la cavidad peritoneal, la

ampolla es el sitio en el que se encuentran las gametas y ocurre la fecundación y, el istmo está

involucrado en el transporte de gametas y embriones además de ser considerado como reservorio

de ESP (Figura 6B) (Hunter y Wilmut, 1984; Suarez, 1987).

Figura 7: A) Diagrama esquemático del oviducto de mamíferos B) Cortes transversales de diferentes porciones del

oviducto, dibujos modificados de el-Banna and Hafez, Anat. Rec, (1970).

A B

El reservorio oviductal

Una vez que los ESP llegan al oviducto se adhieren a las células epiteliales de la mucosa

presentes en la porción inferior del mismo (istmo) y forman un reservorio (FIGURA 8). La

formación de este reservorio fue descubierta en hamsters por los investigadores Yanagimachi y

Chang en el año 1963 y más tarde se lo encontró en una gran variedad de mamíferos, entre ellos:

conejos (Harper, 1973), porcinos (Hunter, 1981), ovinos (Hunter y Nichol, 1983) y bovinos

(Hunter y Wilmut, 1984).

Una vez que los ESP llegan al reservorio, se mantienen allí hasta el momento de la

ovulación, en el que por señales aún desconocidas, un pequeño número de ellos es liberado para

permitir el encuentro con el oocito (Suarez, 2002). Además de coordinar temporalmente el

encuentro de las gametas, la formación del reservorio es necesaria para evitar la polispermia.

Esto se debe a que permite que un número apropiado de ESP se liberen y lleguen a la ampolla

oviductal en las condiciones bioquímicas adecuadas para que ocurra la fecundación en forma

exitosa (Demott y col., 1995).

Figura 8. Microscopía electrónica de de barrido de ESP bovinos unidos a la mucosa del epitelio oviductal del istmo. A) Vista del istmo oviductal (barra=75μm). B) ESP unidos a la mucosa del epitelio oviductal (barra=5μm). C) ESP asociados a las cilias del epitelio oviductal (barra=1μm). Tomado de Lefebvre y col., 1995 a.

Por otro lado, es sabido que la unión entre los ESP y el epitelio oviductal mantiene la

fertilidad del mismo hasta el momento de la ovulación (Suarez, 2002).

La adhesión al oviducto juega un papel clave en la selección de subpoblaciones, ya que

únicamente pueden unirse al mismo ESP caracterizados por poseer acrosoma intacto (bovino:

Gualtieri y Talevi, 2000), estado no capacitado (bovino: Lefebvre y Suarez, 1996; cerdo: Fazeli y

col., 1999), bajo contenido de Ca2+ intracelular libre y bajos niveles de proteínas fosforiladas en

residuos tirosina (cerdo: Petrunkina y col., 2001), morfología normal (equinos: Thomas y col.,

1994) y estructura normal de la cromatina (humanos: Ellington y col., 1998).

Todos estos antecedentes indican que in vivo el reservorio estaría seleccionando a los ESP

con mejor calidad y los mantendría vivos y no capacitados hasta el momento en el que, señales

asociadas a la ovulación desencadenan la liberación de los mismos para lograr una fecundación

exitosa (Suarez, 2002).

Durante la formación del reservorio, los ESP se unen a las células epiteliales del oviducto a

través de un proceso reversible que involucra reconocimiento de oligosacáridos de la membrana

apical de las células epiteliales del oviducto (Demott y col., 1995) con lectinas dependientes de

Ca2+ de la membrana del ESP (Suarez y col., 1998). En todas las especies estudiadas hasta el

momento, se ha demostrado la participación de diferentes azúcares en dicho proceso, por

ejemplo en bovinos el residuo involucrado es la fucosa (Suarez y col., 1998). Además, en la

unión ESP-oviducto bovina está involucrada una proteína secretada por la vesícula seminal

denominada PDC-109 (que se asocia al ESP) y residuos de fucosa presentes en el epitelio

oviductal. Esta interacción permite la adherencia del ESP al epitelio contribuyendo de este modo

a la formación del reservorio. La pérdida o modificaciones de la proteína PDC-109 como

consecuencia de la capacitación espermática facilitaría la liberación de los ESP del epitelio

oviductal (Suarez 2002) (FIGURA 9).

Liberación de los espermatozoides del reservorio oviductal

Los mecanismos que controlan la liberación de los ESP del epitelio oviductal aún no han sido

establecidos. Sin embargo, se ha demostrado en equinos, que los cambios que se producen

durante la ovulación en el entorno hormonal del epitelio, no afectan la densidad de los sitios de

unión presentes en las células epiteliales (Lefebvre y col., 1995; Suarez y col., 1991).

Varios autores han propuesto que tanto los cambios que se producen en la membrana

plasmática de la cabeza del ESP durante la capacitación, como los que ocurren en la cola durante

la hiperactivación, son los principales procesos que promueven su liberación del reservorio

(Gualtieri y col., 2005; Suarez, 2002). Fazeli y col. (1999) encontraron que solamente los ESP no

capacitados pueden unirse a las células epiteliales del oviducto. Esta interacción induciría la

capacitación espermática con la consecuente liberación de los ESP.

Otras evidencias indican que el número de ESP unidos a explantos oviductales disminuye si los

mismos son previamente capacitados in vitro (Lefebvre y Suarez, 1996). Correspondiéndose con

estos resultados, Revah y col. (2000) demostraron que durante la capacitación espermática en

bovinos se modifica la membrana de los ESP disminuyendo su afinidad por los residuos

fucosilados.

Por otro lado, en bovinos, moléculas tales como los glicosaminoglicanos sulfatados (entre

ellos la heparina y el fucoidan) secretadas por el oviducto durante el estro, han sido propuestas

como inductoras de la liberación ya que modulan progresivamente la capacitación espermática

favoreciendo el despegue de los ESP del oviducto (Talevi y Gualtieri, 2001). Además, existen

evidencias en porcinos que indican que tanto el complejo cúmulo-oocito (Brussow y col., 2006)

como las hormonas ováricas (estradiol y progesterona) (Bureau y col., 2002) influyen en la

liberación de los ESP.

En resumen, los procesos de capacitación e hiperactivación espermática modulan la

interacción ESP-oviducto. Sin embargo hasta el momento, hay escasa información acerca de las

señales moleculares que estarían regulando la liberación de los mismos del epitelio oviductal en

el período periovulatorio.

Figura 9 Modelo que explica la unión y liberación de ESP bovinos del epitelio oviductal (adaptado de Suarez, 2002). (a) La proteína PDC-109 es secretada por la vesícula seminal y se asocia a la membrana plasmática de los ESP. (b) Al llegar al istmo los ESP se unen a las células epiteliales porque PDC-109 reconoce residuos fucosilados presentes en dicho epitelio. (c) Durante la capacitación se pierde o modifica PDC-109 facilitando la liberación de los ESP del reservorio.

Endocannabinoides

El sistema endocannabinoide

El sistema endocannabinoide es un sistema de señales recientemente descubierto que participa en

una gran variedad de procesos fisiológicos. Sus principales componentes son los receptores

cannabionoides, los endocannabionoides, y las enzimas de síntesis y degradación de los mismos

(Pagotto y col., 2006).

Los cannabinoides

Los cannabinoides constituyen un conjunto de compuestos que están presentes en preparados

obtenidos a partir de la planta Cannabis sativa como el hachís y la marihuana, que se encuentran

entre las drogas ilegales más consumidas en el mundo. En 1964 los investigadores Mechoulam y

Gaoni purificaron e identificaron el principal componente psicoactivo de la marihuana: Δ9-

tetrahidrocannabinol (Δ9-THC).

Además se clonaron y caracterizaron dos subtipos de receptores cannabinoides: CB1

originalmente encontrado en cerebro (Matsuda y col., 1990; Gerard y col., 1991), y CB2

originalmente clonado en células de bazo (Munro y col., 1993). Recientemente fue demostrado

que los cannabinoides pueden actuar a través del receptor vanilloide TRPV1 (Zygmunt y col.,

2000).

N-araquidoniletanolamida o anandamida

Los endocannabinoides son compuestos que derivan de ácidos grasos insaturados que actúan

como ligandos endógenos de los receptores cannabinoides. Devane y col. en 1992 aislaron la N-

araquidoniletanolamida a partir de un extracto lipídico obtenido de cerebro de cerdo. Esta

molécula fue llamada anandamida (AEA), derivado de la palabra ananda que en sánscrito

significa “el que trae bendición y tranquilidad interna” o “felicidad” (Figura 10).

Figura 10. Estructura química de la N-araquidoniletanolamida

Posteriormente se describieron varios compuestos que actúan como mediadores lipídicos a través

de los receptores CB1 y/o CB2, entre ellos, el 2-araquidonilglicerol y el oleoiletanolamida.

(Pagotto y col., 2005).

Receptores de cannabinoides

Previamente se mencionó que los principales receptores cannabinoides descriptos son los

receptores CB1 y CB2. El receptor CB1 se encuentra distribuido principalmente en el sistema

nervioso central (Matsuda y col., 1990) Aunque también se demostró que está presente en los

tejidos periféricos incluyendo los reproductivos tales como testículo de vertebrados (Cobelis y

col., 2006), ESP, oocitos, embriones preimplantatorios (Schuel 2006), oviducto (Wang y col.,

2004), placenta, membrana fetales y miometrio (Taylor y col., 2007).

Por otro lado CB2 se encuentra principalmente en células del sistema inmune (Munro y col.,

1993). Sin embargo, se ha encontrado dicho receptor en una gran cantidad de tejidos

reproductivos (Macarrone y col., 2008).

Receptores vanilloides

La AEA también puede actuar como agonista de los receptores vanilloides TRPV1. Este es un

canal de cationes no selectivo que se encuentra relacionado con los canales iónicos TRP. La

unión de la AEA al TRPV1 produce un aumento de Ca2+ intracelular con activación de

mecanismos de acción que involucran este mensajero (Ross, 2003). Hasta este momento este

receptor ha sido descrito principalmente en sistema nervioso central (Ross, 2003). Recientemente

Maccarrone y col., 2005 encontraron que TRPV1 se expresa en ESP porcino y la activación del

mismo está involucrada en la estabilización de la membrana plasmática durante la capacitación

espermática.

Metabolismo de la anandamida

La AEA es una molécula que no se almacena en la célula sino que se sintetiza a demanda a partir

de precursores de ácidos grasos de cadena larga poli-insaturados que derivan del ácido

araquidónico (Habayeb y col., 2002).

Función de la anandamida como molécula moduladora de procesos reproductivos

La AEA está involucrada en diferentes funciones reproductivas como ser la secreción de

hormonas sexuales, gametogénesis, ovulación, desarrollo embrionario, implantación del

blastocito en el endometrio uterino, crecimiento fetal, etc. (Schuel, 2006).

El sistema endocannabinoide fue caracterizado en ESP de cerdo y humanos (Maccarron y col.,

2005; Rossato y col., 2005). Además en otro trabajo se observó la presencia del receptor CB1 en

ESP de sapo, rata y ratón (Cobelis y col., 2006). En estos trabajos se evaluaron posibles efectos

de la AEA sobre la funcionalidad espermática. Maccarrone y col. 2005 demostraron que una

concentración de 1 micromolar de meta-AEA (un análogo estable de la AEA) inhibe de manera

tiempo-dependiente la capacitación espermática en cerdo. A su vez, estudios realizados con

gametas de erizo de mar indicaron que concentraciones micromolares THC disminuyen el

proceso de fecundación dado que se inhibe la reacción acrosomal (Schuel y col., 1994). Más

tarde Schuel y col. 2002 demostraron el mismo efecto con meta-AEA sobre la reacción

acrosomal en ESP humanos.

La AEA es sintetizada en oviducto y útero de roedores (Schmid y col., 1997; Paria y Dey 2000).

Schuel y col., 2002 detectaron niveles nanomolares de AEA en fluido oviductal en la mitad del

ciclo estral en humanos.

Varios estudios realizados en humanos y porcinos sugieren la posible existencia de un gradiente

de AEA en el oviducto que regula la capacitación espermática (Schuel y col., 2002; Schuel y

Burkman, 2005; Maccarrone y col., 2005).

Hipótesis

La fecundación in vivo requiere que un número apropiado de ESP alcance la ampolla oviductal y

coincida con un oocito viable en un ambiente fisiológico adecuado. Los ESP de mamífero

penetran el mucus cervical, entran al tracto superior de la hembra y pueden ser almacenados en

reservorios localizados en el istmo oviductal hasta que señales relacionadas con la ovulación

inducen su liberación.

El mecanismo de acción que involucra la AEA podría estar regulando la capacitación, el

momento del escape del ESP de su reservorio dentro del oviducto y seleccionar al ESP para la

fecundación in vivo.

La anandamida modula la capacitación espermática en espermatozoides bovinos favoreciendo

la liberación de los mismos desde el reservorio oviductal.

Objetivos

- evaluar la posible participación de la anandamida en la capacitación espermática en bovinos

- Estudiar la liberación de los espermatozoides del epitelio oviductal en presencia de

anandamida y/o antagonistas de los receptores CB1 y TRPV1.

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